Mostrando entradas con la etiqueta 7 La sangre. Mostrar todas las entradas
Mostrando entradas con la etiqueta 7 La sangre. Mostrar todas las entradas

lunes, 28 de junio de 2021

La sangre versión documento word

(Ciencias de Joseleg)(Biología)(Introducción y biología celular)(La sangre)(Introducción)(Historia)(El citosol y otros fluidos intracelulares)(Diferentes tipos de sangre)(Los colores de la sangre)(Las funciones de la sangre)(Plasma sanguíneo y sus componentes)(Propiedades de la sangre total y su análisis)(Sistema de grupos sanguíneos)(Glóbulos rojos o eritrocitos)(Glóbulos blancos o leucocitos)(Las plaquetas o trolbocitos)(Hematopoyesis)(Origen de otros componentes de la sangre)(Referencias bibliográficas)(Versión documento word)

  

Referencias bibliográficas de la sangre

(Ciencias de Joseleg)(Biología)(Introducción y biología celular)(La sangre)(Introducción)(Historia)(El citosol y otros fluidos intracelulares)(Diferentes tipos de sangre)(Los colores de la sangre)(Las funciones de la sangre)(Plasma sanguíneo y sus componentes)(Propiedades de la sangre total y su análisis)(Sistema de grupos sanguíneos)(Glóbulos rojos o eritrocitos)(Glóbulos blancos o leucocitos)(Las plaquetas o trolbocitos)(Hematopoyesis)(Origen de otros componentes de la sangre)(Referencias bibliográficas)(Versión documento word)

 

 Abedin, M., & King, N. (2010). Diverse evolutionary paths to cell adhesion. Trends in Cell Biology, 20(12), 734–742.

Adams, S. L. (1989). The medicinal leech: historical perspectives. In Seminars in thrombosis and hemostasis (Vol. 15, pp. 261–264). Copyright© 1989 by Thieme Medical Publishers, Inc.

Alberts, B., Bray, D., Hopkin, K., Johnson, A., Lewis, J., & Raff, M. (2004). Tissues and cancer. Essential Cell Biology. New York, 698–706.

Angelini, P., Villason, S., Chan Jr, A. V, & Diez, J. (1999). Normal and Anomalous Coronary Arteries in Humans. Part 1: Historical Background.

Antonova, O., Yossifova, L., Staneva, R., Stevanovic, S., Dolashka, P., & Toncheva, D. (2015). Changes in the gene expression profile of the bladder cancer cell lines after treatment with Helix lucorum and Rapana venosa hemocyanin. J. BUON, 20(1), 180–187.

Aw, T. Y. (1999). Intracellular compartmentation of organelles and gradients of low molecular weight species. International Review of Cytology, 192, 223–253.

Azizi, M.-H., Nayernouri, T., & Azizi, F. (2008). A brief history of the discovery of the circulation of blood in the human body. Arch Iran Med, 11(3), 345–350.

Bashkin, P., Doctrow, S., Klagsbrun, M., Svahn, C. M., Folkman, J., & Vlodavsky, I. (1989). Basic fibroblast growth factor binds to subendothelial extracellular matrix and is released by heparitinase and heparin-like molecules. Biochemistry, 28(4), 1737–1743.

Berg, J. M., Tymoczko, J. L., & Stryer, L. (2002). Biochemical evolution. In Biochemistry (5th ed., pp. 56–82). Freeman. Retrieved from https://docs.google.com/file/d/0B0HRqdV3D7xIZGNlNmRmY2YtZGY3NS00YmJiLTkyYzQtNWFkOWYwMWVlNjA1/edit

Boyanova, O., Dolashka, P., Toncheva, D., Rammensee, H., & Stevanović, S. (2013). In vitro effect of molluscan hemocyanins on CAL‑29 and T‑24 bladder cancer cell lines. Biomedical Reports, 1(2), 235–238.

Bremer, P., Flint, S., Brooks, J., & Palmer, J. (2015). Introduction to Biofilms. Biofilms in the Dairy Industry, 1–16.

Brewer, D. B. (2006). Max Schultze (1865), G. Bizzozero (1882) and the discovery of the platelet. British Journal of Haematology, 133(3), 251–258.

Bright, G. R., Fisher, G. W., Rogowska, J., & Taylor, D. L. (1987). Fluorescence ratio imaging microscopy: temporal and spatial measurements of cytoplasmic pH. The Journal of Cell Biology, 104(4), 1019–1033.

Brownlee, C. (2002). Role of the extracellular matrix in cell–cell signalling: paracrine paradigms. Current Opinion in Plant Biology, 5(5), 396–401.

Brusca, R., Brusca, G. J., & Haver, N. J. (2003). Invertebrates (2nd ed.). Sinauer Associates.

Burmester, T., & Hankeln, T. (2004). Neuroglobin: a respiratory protein of the nervous system. Physiology, 19(3), 110–113.

Burmester, T., Weich, B., Reinhardt, S., & Hankeln, T. (2000). A vertebrate globin expressed in the brain. Nature, 407(6803), 520–523.

Campbell, M. K., & Farrell, S. O. (2012). Biochemistry (7th ed.). Canadá: Brooks/Cole.

Cate, J. H. D. (2001). Construction of low-resolution x-ray crystallographic electron density maps of the ribosome. Elsevier.

Clegg, J. S. (1984). Properties and metabolism of the aqueous cytoplasm and its boundaries. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology, 246(2), R133–R151.

Coates, C. J., & Nairn, J. (2014). Diverse immune functions of hemocyanins. Developmental & Comparative Immunology, 45(1), 43–55.

Dalla Bona, F. (2004). Dolci pagine: la pasticceria napoletana nell´ opera di Matilde Serao. Revista de Italianística, (9), 149–154.

Daniels, G. (2008). Human blood groups. John Wiley & Sons.

De Duve, C., & Pizano, M. (1995). Polvo vital: origen y evolución de la vida en la tierra. Norma, Bogotá.

Donlan, R. M. (2016). Microbial biofilms. Centers for Disease Control and Prevention.

Doolittle, R. F. (1984). The plasma proteins.

Doyle, L. (1989). Gabriel Andral (1797-1876) and the first reports of lymphangitis carcinomatosa. Journal of the Royal Society of Medicine, 82(8), 491.

Ellis, R. J. (2001a). Macromolecular crowding: an important but neglected aspect of the intracellular environment. Current Opinion in Structural Biology, 11(1), 114–119.

Ellis, R. J. (2001b). Macromolecular crowding: obvious but underappreciated. Trends in Biochemical Sciences, 26(10), 597–604.

Elsholtz, J.-S. (1966). Clysmatica nova: sive ratio, qua in venam sectam medicamenta immitti possunt... ex Officina G. Schultzi.

Friedman, M. T., West, K. A., & Bizargity, P. (2016). Immunohematology and Transfusion Medicine. Springer.

Fröls, S. (2013). Archaeal biofilms: widespread and complex. Portland Press Limited.

Gallagher, J. T., & Lyon, M. (2000). Molecular structure of heparan sulfate and interactions with growth factors and morphogens. Proteoglycans: Structure, Biology and Molecular Interactions, 27–59.

Giangrande, P. L. F. (2000). The history of blood transfusion. British Journal of Haematology, 110(4), 758–767.

Góngora-Biachi, R. A. (2005). La sangre en la historia de la humanidad. Rev Biomed, 16(4), 281–288.

Goodenough, J., & McGuire, B. (2012). Biology of Humans, Concepts, Applications and Issues (4th ed.). San Francisco: Pearson, Benjamin Cummings.

Guncheva, M., Paunova, K., Ossowicz, P., Rozwadowski, Z., Janus, E., Idakieva, K., … Apostolova, S. (2016). Rapana thomasiana hemocyanin modified with ionic liquids with enhanced anti breast cancer activity. International Journal of Biological Macromolecules, 82, 798–805.

Hart, G. D. (2001). Descriptions of blood and blood disorders before the advent of laboratory studies. British Journal of Haematology, 115(4), 719–728.

Harvey, W. (1959). De motu cordis. The American Journal of the Medical Sciences, 237(4), 543.

Hay, E. D. (2013). Cell biology of extracellular matrix. Springer Science & Business Media.

Hensch, T. K. (2005). Critical period mechanisms in developing visual cortex. Current Topics in Developmental Biology, 69, 215–237.

Huleihel, L., Hussey, G. S., Naranjo, J. D., Zhang, L., Dziki, J. L., Turner, N. J., … Badylak, S. F. (2016). Matrix-bound nanovesicles within ECM bioscaffolds. Science Advances, 2(6), e1600502.

Iozzo, R. V. (1998). Matrix proteoglycans: from molecular design to cellular function. Annual Review of Biochemistry, 67(1), 609–652.

Ito, J., Parsons, H. T., & Heazlewood, J. L. (2014). The Arabidopsis cytosolic proteome: the metabolic heart of the cell.

Izaguirre-Ávila, R., & de Micheli, A. (2005). Evolución del conocimiento sobre la sangre y su movimiento: Parte II. El saber sobre su composición. Iatroquímica de la sangre. Revista de Investigación Clínica, 57(1), 85–97.

Izaguirre, A. R., & de Micheli, A. (2001). History of blood transfusion. Revista de Investigacion Clinica; Organo Del Hospital de Enfermedades de La Nutricion, 54(6), 552–558.

Jaenicke, E., Pairet, B., Hartmann, H., & Decker, H. (2012). Crystallization and preliminary analysis of crystals of the 24-meric hemocyanin of the emperor scorpion (Pandinus imperator). PloS One, 7(3), e32548.

Jaffe, L. F. (1993). Classes and mechanisms of calcium waves. Cell Calcium, 14(10), 736–745.

Jaulin, P., & Lefrère, J. J. (2010). First French transfusions (1667-1668). Transfusion Clinique et Biologique: Journal de La Societe Francaise de Transfusion Sanguine, 17(4), 205–217.

Kampen, K. R. (2012). The discovery and early understanding of leukemia. Leukemia Research, 36(1), 6–13.

Kardong, K. V. (2011). Vertebrates, comparative anatomy, function, evolution (6th ed.). McGraw-Hill New York.

Kardong, K. V. (2014). Vertebrates: Comparative Anatomy, Function, Evolution (7th ed.). McGraw-Hill Education.

Karp, G. C. (2013). Cell and Molecular Biology, Concepts and Experiments (7th ed.). USA: Wiley Online Library.

Khan, I. A., Daya, S. K., & Gowda, R. M. (2005). Evolution of the theory of circulation. International Journal of Cardiology, 98(3), 519–521.

Kholodenko, B. N. (2003). Four-dimensional organization of protein kinase signaling cascades: the roles of diffusion, endocytosis and molecular motors. Journal of Experimental Biology, 206(12), 2073–2082.

Kostakioti, M., Hadjifrangiskou, M., & Hultgren, S. J. (2013). Bacterial biofilms: development, dispersal, and therapeutic strategies in the dawn of the postantibiotic era. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine, 3(4), a010306.

Kumar, V., Abbas, A. K., Fausto, N., & Aster, J. C. (2014). Robbins and Cotran pathologic basis of disease. Elsevier Health Sciences.

Landau, M., & Fagien, S. (2015). Science of hyaluronic acid beyond filling: Fibroblasts and their response to the extracellular matrix. Plastic and Reconstructive Surgery, 136(5S), 188S-195S.

Latzer, Y., Witztum, E., & Stein, D. (2008). Eating disorders and disordered eating in Israel: An updated review. European Eating Disorders Review, 16(5), 361–374.

Learoyd, P. (2012). The history of blood transfusion prior to the 20th century–part 2. Transfusion Medicine, 22(6), 372–376.

Lee, C., Collins-Hall, J., Hendrick, D., & Brabetz, B. (2016). Hemocyanin; Don’t Get in the Way of Blue Bloods.

Linzen, B. (2013). Invertebrate oxygen carriers. Springer Science & Business Media.

Love, W. E., Klock, P. A., Lattman, E. E., Padlan, E. A., Ward, K. B., & Hendrickson, W. A. (1972). The structures of lamprey and bloodworm hemoglobins in relation to their evolution and function. In Cold Spring Harbor symposia on quantitative biology (Vol. 36, pp. 349–357). Cold Spring Harbor Laboratory Press.

Luby-Phelps, K. (1999). Cytoarchitecture and physical properties of cytoplasm: volume, viscosity, diffusion, intracellular surface area. International Review of Cytology, 192, 189–221.

Luby-Phelps, K., Castle, P. E., Taylor, D. L., & Lanni, F. (1987). Hindered diffusion of inert tracer particles in the cytoplasm of mouse 3T3 cells. Proceedings of the National Academy of Sciences, 84(14), 4910–4913.

MARKL, J. (1986). Evolution and function of structurally diverse subunits in the respiratory protein hemocyanin from arthropods. The Biological Bulletin, 171(1), 90–115.

Mauseth, J, D. (2012). Botany: An Introduction to Plant Biology (5th ed.). Jones & Bartlett Learning.

Maxfield, F. R., & Mondal, M. (2006). Sterol and lipid trafficking in mammalian cells. Portland Press Limited.

McFadden, D. W., Riggs, D. R., Jackson, B. J., & Vona-Davis, L. (2003). Keyhole limpet hemocyanin, a novel immune stimulant with promising anticancer activity in Barrett’s esophageal adenocarcinoma. The American Journal of Surgery, 186(5), 552–555.

Michel, G., Tonon, T., Scornet, D., Cock, J. M., & Kloareg, B. (2010). The cell wall polysaccharide metabolism of the brown alga Ectocarpus siliculosus. Insights into the evolution of extracellular matrix polysaccharides in Eukaryotes. New Phytologist, 188(1), 82–97.

Moore, P. (2003). Blood and Justice: The 17 Century Parisian Doctor Who Made Blood Transfusion History. John Wiley & Sons.

Moore, T. (2013). Novel Approach for Assessment and Mitigation of Heat-Stress Adverse Effects. Auburn University.

Mory, R. N., Mindell, D., & Bloom, D. A. (2000). The leech and the physician: biology, etymology, and medical practice with Hirudinea medicinalis. World Journal of Surgery, 24(7), 878–883.

Murray, R. K., Bender, D. A., Botham, K. M., Kennelly, P. J., Rodwell, V., & Weil, A. (2012). Harpers Illustrated Biochemistry (29th ed.). McGraw-Hill Medical.

Newquist, H. P. (2012). The Book of Blood: From Legends and Leeches to Vampires and Veins. Houghton Mifflin Harcourt.

Orell, A., Fröls, S., & Albers, S.-V. (2013). Archaeal biofilms: the great unexplored. Annual Review of Microbiology, 67, 337–354.

Orlov, S. N., & Hamet, P. (2006). Intracellular monovalent ions as second messengers. The Journal of Membrane Biology, 210(3), 161–172.

Orlova, E. V, Dube, P., Harris, J. R., Beckman, E., Zemlin, F., Markl, J., & van Heel, M. (1997). Structure of keyhole limpet hemocyanin type 1 (KLH1) at 15 Å resolution by electron cryomicroscopy and angular reconstitution. Journal of Molecular Biology, 271(3), 417–437.

Paliwal, S., Fagien, S., Sun, X., Holt, T., Kim, T., Hee, C. K., … Messina, D. J. (2014). Skin extracellular matrix stimulation following injection of a hyaluronic acid–based dermal filler in a rat model. Plastic and Reconstructive Surgery, 134(6), 1224–1233.

Pearson, H. A. (2002). History of pediatric hematology oncology. Pediatric Research, 52(6), 979–992.

Pelletier, H., & Kraut, J. (1992). Crystal Structure of a Complex Between Electron Transfer. Science, 258, 1.

Pesce, A., Bolognesi, M., Bocedi, A., Ascenzi, P., Dewilde, S., Moens, L., … Burmester, T. (2002). Neuroglobin and cytoglobin. EMBO Reports, 3(12), 1146–1151.

Pesce, A., Dewilde, S., Nardini, M., Moens, L., Ascenzi, P., Hankeln, T., … Bolognesi, M. (2003). Human brain neuroglobin structure reveals a distinct mode of controlling oxygen affinity. Structure, 11(9), 1087–1095.

Peters, R. (2006). Introduction to nucleocytoplasmic transport: molecules and mechanisms. Xenopus Protocols: Cell Biology and Signal Transduction, 235–258.

Pick, C., Scherbaum, S., Hegedüs, E., Meyer, A., Saur, M., Neumann, R., … Burmester, T. (2014). Structure, diversity and evolution of myriapod hemocyanins. FEBS Journal, 281(7), 1818–1833.

Plopper, G. (2007). The extracellular matrix and cell adhesion. Cells.

Prewitt, T. (1992). Unholy Anorexia: Blood Myth and the Signs of the Flesh. Semiotics, 300–319.

Provance, D. W., McDowall, A., Marko, M., & Luby-Phelps, K. (1993). Cytoarchitecture of size-excluding compartments in living cells. Journal of Cell Science, 106(2), 565–577.

Race, R. R., Sanger, R., & Fisher, R. (1962). Blood groups in man (Vol. 142). Blackwell scientific publications Oxford.

Ratner, V. A., Zharkikh, A. A., Kolchanov, N., Rodin, S. N., Solovyov, V. V, & Antonov, A. S. (1996). Theoretical Analysis of the Evolution of Genes and Proteins. In Molecular Evolution (pp. 93–145). Springer.

Rhoades, R. A., & Bell, D. R. (2013). Medical Physiology, Principles for Clinical Medicine (4th ed.). Baltimore: Lippincott Williams & Wilkins.

Riggs, D. R., Jackson, B., Vona-Davis, L., & McFadden, D. (2002). In vitro anticancer effects of a novel immunostimulant: keyhole limpet hemocyanin. Journal of Surgical Research, 108(2), 279–284.

Rolleston, H. (1934). The history of haematology. SAGE Publications.

Roos, A., & Boron, W. F. (1981). Intracellular pH. Physiological Reviews, 61(2), 296–434.

Ross, M. H., & Pawlina, W. (2011). Histology a text and atlas (6th ed.). Baltimore: Lippincott Williams & Wilkins.

Ruoslahti, E. (1996). Brain extracellular matrix. Glycobiology, 6(5), 489–492.

Scalettar, B. A., Abney, J. R., & Hackenbrock, C. R. (1991). Dynamics, structure, and function are coupled in the mitochondrial matrix. Proceedings of the National Academy of Sciences, 88(18), 8057–8061.

Schultheiss, D., & Denil, J. (2002). History of the microscope and development of microsurgery: a revolution for reproductive tract surgery. Andrologia, 34(4), 234–241.

Silverthorn, D. U., Bruce, B. R., Ober, W. C., Garrison, C. W., & Silverthorn, A. C. (2010). Human physiology an integrative aproach (5th ed.). San Francisco: Pearson, Benjamin Cummings.

Starr, D. (2012). Blood: an epic history of medicine and commerce. Knopf.

Stenzl, A., Dolashki, A., Stevanovic, S., Voelter, W., Aicher, W., & Dolashka, P. (2016). Cytotoxic Effects of Rapana venosa Hemocyanin on Bladder Cancer Permanent Cell Lines. Journal of US-China Medical Science, 13, 179–188.

Stern, K. R., Bidlack, J. E., & Jansky, S. H. (2008). Introductory Plant Biology (11th ed.). McGraw-Hill New York.

Storz, J. F., Opazo, J. C., & Hoffmann, F. G. (2011). Phylogenetic diversification of the globin gene superfamily in chordates. IUBMB Life, 63(5), 313–322.

Suárez, P. D., Rojas, D. V., & Miranda, R. P. (2009). Análisis histórico–epistemológico de nomenclatura Química Inorgánica. TED: Tecné, Episteme y Didaxis.

Sussich, F., Skopec, C., Brady, J., & Cesàro, A. (2001). Reversible dehydration of trehalose and anhydrobiosis: from solution state to an exotic crystal? Carbohydrate Research, 334(3), 165–176.

Swartz, A. M., Batich, K. A., Fecci, P. E., & Sampson, J. H. (2015). Peptide vaccines for the treatment of glioblastoma. Journal of Neuro-Oncology, 123(3), 433–440.

Tam, J. P. (1988). Synthetic peptide vaccine design: synthesis and properties of a high-density multiple antigenic peptide system. Proceedings of the National Academy of Sciences, 85(15), 5409–5413.

Tam, J. P., & Lu, Y.-A. (1989). Vaccine engineering: enhancement of immunogenicity of synthetic peptide vaccines related to hepatitis in chemically defined models consisting of T-and B-cell epitopes. Proceedings of the National Academy of Sciences, 86(23), 9084–9088.

Tejero, J., & Gladwin, M. T. (2014). The globin superfamily: functions in nitric oxide formation and decay. Biological Chemistry, 395(6), 631–639.

Terwilliger, N. B. (2015). Oxygen transport proteins in Crustacea: hemocyanin and hemoglobin. Physiology, 4, 359–390.

Thanbichler, M., Wang, S. C., & Shapiro, L. (2005). The bacterial nucleoid: a highly organized and dynamic structure. Journal of Cellular Biochemistry, 96(3), 506–521.

Ureta, T. (1985). Organización del metabolismo: Localización subcelular de enzimas glicolíticas. Arch. Biol. Med. Exp, 18(9).

Vallone, B., Nienhaus, K., Brunori, M., & Nienhaus, G. U. (2004). The structure of murine neuroglobin: novel pathways for ligand migration and binding. Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics, 56(1), 85–92.

Verkman, A. S. (2002). Solute and macromolecule diffusion in cellular aqueous compartments. Trends in Biochemical Sciences, 27(1), 27–33.

Voit, R., Feldmaier-Fuchs, G., Schweikardt, T., Decker, H., & Burmester, T. (2000). Complete Sequence of the 24-mer Hemocyanin of the TarantulaEurypelma californicum STRUCTURE AND INTRAMOLECULAR EVOLUTION OF THE SUBUNITS. Journal of Biological Chemistry, 275(50), 39339–39344.

Wajcman, H., Kiger, L., & Marden, M. C. (2009). Structure and function evolution in the superfamily of globins. Comptes Rendus Biologies, 332(2), 273–282.

Wang, Y., Meng, H., Yuan, X., Peng, J., Guo, Q., Lu, S., & Wang, A. (2014). Fabrication and in vitro evaluation of an articular cartilage extracellular matrix-hydroxyapatite bilayered scaffold with low permeability for interface tissue engineering. Biomedical Engineering Online, 13(1), 80.

Wayne, R. (2009). Plant Cell Biology (1st ed.). San Diego: Elsevier.

Weisiger, R. A. (2002). Cytosolic fatty acid binding proteins catalyze two distinct steps in intracellular transport of their ligands. In Cellular Lipid Binding Proteins (pp. 35–43). Springer.

Weiss, J. N., & Korge, P. (2001). The Cytoplasm No Longer a Well-Mixed Bag. Circulation Research, 89, 108–110. Retrieved from http://circres.ahajournals.org/content/89/2/108.full#R1-094537

Whitteridge, G., Pagel, W., & Keynes, G. (1972). William Harvey and the Circulation of the Blood.

Wiggins, P. M. (1990). Role of water in some biological processes. Microbiological Reviews, 54(4), 432–449.

Wikipedia, S. (2013). Hemoproteins: Arc System, Catalase, Chlorocruorin, Chromoprotein, Cytochrome B6f Complex. University-Press Org.

Winey, M., Mamay, C. L., O’toole, E. T., Mastronarde, D. N., Giddings Jr, T. H., McDonald, K. L., & McIntosh, J. R. (1995). Three-dimensional ultrastructural analysis of the Saccharomyces cerevisiae mitotic spindle. Journal of Cell Biology, 129(6), 1601–1616.

Wittenberg, J. B., & Wittenberg, B. A. (1990). Mechanisms of cytoplasmic hemoglobin and myoglobin function. Annual Review of Biophysics and Biophysical Chemistry, 19(1), 217–241.

Yeates, T. O., Crowley, C. S., & Tanaka, S. (2010). Bacterial microcompartment organelles: protein shell structure and evolution. Annual Review of Biophysics, 39, 185–205.

Origen de otros componentes de la sangre

 (Ciencias de Joseleg)(Biología)(Introducción y biología celular)(La sangre)(Introducción)(Historia)(El citosol y otros fluidos intracelulares)(Diferentes tipos de sangre)(Los colores de la sangre)(Las funciones de la sangre)(Plasma sanguíneo y sus componentes)(Propiedades de la sangre total y su análisis)(Sistema de grupos sanguíneos)(Glóbulos rojos o eritrocitos)(Glóbulos blancos o leucocitos)(Las plaquetas o trolbocitos)(Hematopoyesis)(Origen de otros componentes de la sangre)(Referencias bibliográficas)(Versión documento word)

 

La trombopoyesis es el proceso que permite la formación de plaquetas para la normal coagulación de la sangre. Cada día un adulto sano normal es capaz de procesar (1,0E+11) plaquetas, un número que puede aumentar cies veces en caso de que exista demanda debido a alguna hemorragia. La trombopoyesis es un proceso que requiere una compleja red de hormonas como las interleuquinas, factores de crecimiento colonial y otras hormonas.

Figura 72. Trombopoyesis.

Se distinguen cuatro estadios evolutivos: megacarioblasto, elemento más inmaduro, promegacariocito, megacariocito granular y el más maduro el megacariocito liberador de plaquetas. El megacariocito, al desprender parcelas citoplasmáticas delimitadas por las membranas de demarcación, como se ha demostrado a nivel estructural, origina las plaquetas de la sangre periférica. En la serie megacariocítica, a diferencia de lo que ocurre en el resto de las células hematopoyéticas, las divisiones nucleares no van seguidas de las correspondientes divisiones citoplasmáticas, lo que determina la formación de células poliploides de gran tamaño con numerosos núcleos. En el estadio de megacarioblasto se suceden en número variable las mitosis nucleares, apareciendo las sucesivas ploidías nucleares. Ello se acompaña, gracias a una elevada síntesis de DNA, de un aumento de la talla nuclear. Finalizada esta etapa de síntesis de DNA y duplicación nuclear, se inicia en el citoplasma la granulogénesis que dará origen a las futuras plaquetas sanguíneas.

El promegacarioblasto no tiene identificación morfológica. Es un elemento mononucleado de aspecto a veces pseudolinfoide que precisa para su filiación demostrar la presencia de peroxidasa plaquetaria a nivel estructural o del empleo de anticuerpos monoclonales específicos de esta línea (CD 41). El megacarioblasto es el elemento de menor tamaño de esta serie con un núcleo es único, grande, ovalado o bilobulado, con cromatina laxa y numerosos nucleolos. El citoplasma es intensamente basófilo, agranular y puede presentar algunas prolongaciones a modo de pseudópodos. El promegacariocito inicia ya la granulogénesis en distintas áreas de su citoplasma. Es una célula fácilmente identificable por su gran tamaño y por el aspecto característico de su citoplasma, que posee bordes mal limitados y emite numerosas prolongaciones. El núcleo es multilobulado, con cromatina densa y sin nucleolos. En el citoplasma persiste una tonalidad basófila, cubierta zonalmente por numerosas granulaciones azurófilas. El megacariocito posee como características más destacables su gran tamaño (80 o más um) y su elevada ploidía. Se distinguen dos tipos de megacariocitos: el megacariocito granular y el maduro. El granular tiene un núcleo multilobulado, de citoplasma de tonalidad rosada y es de gran tamaño. Los maduros, liberadores de plaquetas, poseen un extenso citoplasma que ha perdido todo resto de basofilia y está cubierto totalmente por granulación azurófila. El núcleo, también multilobulado o segmentado, posee una cromatina condensada sin nucleolos. Los gránulos azurófilos se disponen especialmente en la periferia en cúmulos que irán delimitando las futuras plaquetas. Las plaquetas pasan a la sangre periférica donde ejercen sus funciones en los mecanismos de coagulación. Los trombocitos son elementos formes de la sangre de menor tamaño (de 2 a 3 um) y están desprovistos de núcleo, por lo que no se trata de verdaderas células, sino de fragmentos celulares. Su forma fisiológica es discoide, aspecto que se modifica con facilidad por las maniobras de extensión o centrifugación, adquiriendo un aspecto redondeado y emitiendo finas prolongaciones.

La identificación de los elementos megacariocíticos maduros o semimaduros es muy sencilla por simples criterios morfológicos; sin embargo; los precursores megacariocíticos (promegacarioblastos) precisan de la reacción de la peroxidasa plaquetar a nivel ultraestructural y de la detección de glicoproteinas de superficie mediante los anticuerpos monoclonales CD 41, CD 42 o de anticuerpos dirigidos contra el factor VIII o plaquetar 4. En la mayoría de los casos el primer marcador que aparece es la peroxidasa plaquetar que se anticipa a la presentación de las membranas de demarcación o los gránulos en ojo de buey, orgánulos sólo detectables a nivel ultraestructural. A ésta, le sigue la glicoproteina IIIa (CD 61), la IIb/IIIa (CD 41) y la Ib (CD 42 ). Todos estos marcadores persisten a lo largo del eje madurativo megacariocítico.

La granulopoyesis se encarga de producir a los leucocitos de primera línea de batalla, encargados de contener las infecciones hasta que los linfocitos entran en acción para eliminar las infecciones.

Figura 73. Granulopoyesis.

Los granulocitos maduran morfológicamente de manera semejante; se originan en la célula madre mieloide multipotencial, que es inducida por citocinas a diferenciarse en CFU-Eo para convertirse en eosinófilo, en CFU-Ba para convertirse en basófilo o en CFU- GM (célula madre bipotencial) para convertirse en neutrófilo (proceso cuyo primer paso es diferente al de los demás granulocitos y comprende la transformación de CFU-GM en CFU-G). • El mieloblasto es la primera célula precursora reconocible de la granulopoyesis. Mide de 14 a 20 µm de diámetro y posee un núcleo esferoidal eucromático grande con 3 a 5 nucléolos. Su pequeña cantidad de citoplasma agranular es bien basófilo. El mieloblasto se convierte en promielocito, con un núcleo casi igual pero con gránulos azurófilos (primarios) en su citoplasma, que sólo se producen en estas células.

El reconocimiento de los linajes neutrófilo, basófilo y eosinófilo sólo es posible en la siguiente etapa, en la que se origina el mielocito, cuyo núcleo se va tornando cada vez más hipercromático y va adquieriendo una escotadura. Aquí empiezan a surgir los gránulos específicos. Las divisiones del mielocito originan al metamielocito, etapa en la que los linajes son ya bien distinguibles gracias a que los gránulos específicos superan en número a los azurófilos.  En las series basófila y eosinófila, la siguiente fase es la de basófilo y eosinófilo maduros; pero en la serie neutrófila, el paso siguiente origina una célula con núcleo “en cayado”, cuyos lóbulos están en formación. Al distinguirse bien los lóbulos nucleares, se habla de neutrófilo maduro.

Los mielocitos continúan diferenciándose para dar lugar a los metamielocitos, siendo la primera etapa en la que los neutrófilos, basófilos y eosinófelos pueden comenzar a diferenciarese, los metamielocitos son algo más pequeños que sus versiones maduras. El metamielocito neutrófilo tiene un núcleo con una escotadura evidente, con cromatina más condensada, tiene un citoplasma un poco más eosinofilo, en este, el 80% de los gránulos son secundarios, el metamielocito neutrófilo madura y da lugar al cayado o banda. El metamielocito eosinófilo tiene un núcleo con una escotadura evidente con cromatina más condensad, su citoplasma un poco más eosinofilo, En este el 80% de los gránulos son secundarios, son más abundantes que los inespecíficos. El metamielocito basófilo tiene un núcleo con una escotadura evidente, con cromatina más condensada, pero menos que los meta mielocitos anteriores, su citoplasma un poco más basófilo. Una vez en la etapa de metamielocito cada uno de los tres puede diferenciarse en sus versiones maduras.

La granulopoyesis toma alrededor de dos semanas, en la primera semana se dan todas las tapas hasta llegar al metamielocito, mientras que la maduración del metamielocito a la versión madura toma alrededor de otra semana. El tiempo que tarda la mitad de los neutrófuilos maduros para abandonar la sangre circulante es de unas 6 a 8 horas. El tiempo en la sangre circulante es aleatorio variando desde unos cuantos minutos hasta unas 16 horas, con un promedio de entre 8 a 12 horas.

En el tejido conectivo los neutróifilos tienen una vida adicional de 1 a 2 dias antes de autodestruirse por apoptosis y sus restos ser devorados por los macrófagos. Muchos neutrófilos migran al epitelio gastrointestinal, donde son liberados en las heces. La médula ósea mantiene una reserva de neutrófilos funcionales listos para reemplazar a los que se encuentran en sangre, ya sea en estado de normalidad o de respuesta a una infección aguda. En condiciones normales la sangre posee cerca de 1,0E+11. El tamaño de las reservas depende de la velocidad con que se ejecuta la granulopoyesis, el periodo de vida de los neutrófilos y las tasas de migración al sistema circulatorio y tejido conectivo.

Por monopoyesis se conoce la formación de monocitos a partir de las UFC-M (Unidad Formadora de colonias Monocíticas o monocitos). Su formación está caracterizada por dos fases de maduración que se consideran las más importantes: (1) Monoblastos: Células de 18 a 22uM de diámetro similares a los mieloblastos, con la diferencia del que el núcleo es más claro y la cromatina nuclear mucho menos diferenciada. (2) Promonocitos: Células de 20uM de citoplasma azulado grisáceo, donde no es posible distinguir a los nucleolos. Es posible distinguir granulaciones azurófilas. Los monocitos se pueden localizar como células fijas en órganos como el bazo, los alveolos pulmonares, y las células de Kupffer del hígado. Su función principal consiste en fagocitar bacterias, micobacterias, hongos, protozoos, o virus.

Es Formación de linfocitos y células plasmáticas a partir de las células madre linfoide que se desarrollan de las células madre hematopoyeticas de la médula ósea. Estas células madre linfoide se diferencian en linfocitos t, linfocitos b, células plasmáticas o células NK (células asesinas naturales), dependiendo de los órganos o tejidos (tejido linfoide) los que emigran.

Figura 74. Linfopoyesis.

En la ontogenia, el desarrollo de las células B puede ocurrir en el epiplon y el hígado fetal, mientras que después del nacimiento se confina primordialmente a la médula ósea. Aun cuando la información acerca de los eventos de transición a partir de los potenciales CLPs a los precursores de células B es muy limitada, se han identificado poblaciones funcionales que definen la vía de diferenciación río abajo, iniciando con las células B tempranas CD34+CD19-CD10+ y continuando con pro-B CD34+CD19+CD10+, pre-BI grandes CD34+CD19+CD10+, pre-BII grandes CD34-CD19+CD10+, pre-BII pequeñas CD34-CD19+CD10+, B inmaduras CD34-CD19+CD10+sIgM+ hasta la producción de B maduras CD34-CD19+CD10-sIgM+sIgD+, que eventualmente serán exportadas a los tejidos linfoides periféricos para cumplir su función de reconocimiento de antígeno, activación y producción de anticuerpos específicos. El proceso completo en la médula ósea requiere de la acción concertada de múltiples factores de transcripción, incluyendo Ikaros, PU.1, E2A, EBF y Pax-5. Los dos primeros actúan paralelamente en el control de la transición de las células troncales a progenitores, mientras que E2A, EBF y Pax-5 regulan secuencialmente el desarrollo de las células B tempranas (34). La linfopoyesis de B en el humano parece cumplirse sin el requerimiento de algunas citocinas documentadas como esenciales para el proceso en el ratón, como la interleucina 7, y hasta el momento se desconocen los factores de crecimiento y/o citocinas que la dirigen.

Debido a que el timo no produce progenitores de renovación autóloga, la linfopoyesis de los linfocitos T es mantenida por la importación periódica de progenitores hematopoyéticos a través de la corriente sanguínea, y aunque a múltiples progenitores se les reconoce cierto potencial para generar células T, no todos ellos tienen la propiedad de establecerse en este órgano. Las bases moleculares de su entrada no han sido totalmente elucidadas, pero se predice que pudiera ser un proceso secuencial análogo al ‘homing’ de leucocitos, esto es: adhesión débil al endotelio vascular mediado por selectinas, señalización vía quimiocinas, adhesión fuerte a través de integrinas, y transmigración. Al respecto, los modelos experimentales han mostrado la importancia que CD44, P-selectina y CCR9 tienen en la colonización tímica (36).

Los precursores tímicos más tempranos (ETP) residen en la población CD34+CD1a- CD38loCD44+IL-7R+ y a partir de ellos se inicia el proceso de compromiso de estadios intermedios de diferenciación desde células pre-T, células inmaduras CD4 uni-positivas pequeñas, células CD4 uni-positivas grandes, células tempranas doble-positivas (EDP), hasta los timocitos DP CD4+CD8+TCR+, los cuales darán origen a la diversidad de linfocitos T maduros CD4 y CD8 con capacidad de reconocimiento de antígeno y activación. La participación de algunos factores de transcripción en éste proceso ha sido blanco de gran investigación, y actualmente es claro que las interacciones de los receptores Notch con sus ligandos juegan un papel crucial en el control de la diferenciación y proliferación de los precursores tempranos, dirigiendo así las decisiones de linaje de T en el timo (35), concomitante con la supresión del linaje de B. Así mismo, el balance de la expresión de las proteínas E y sus antagonistas naturales Id está implicado en la diversificación tímica T/NK , y el factor GATA3 es esencial para el re-arreglo apropiado de genes del receptor de células T.

Las células asesinas naturales (NK) pueden producirse en múltiples sitios. En el feto se han encontrado precursores en médula ósea, hígado, timo, bazo y ganglios linfáticos, mientras que en niños y adultos la médula ósea es el sitio predominante de su desarrollo a partir de progenitores linfoides. Los factores de transcripción Id2 y Id3 controlan el desarrollo temprano de las células NK, mientras que los tres estadios que definen el proceso completo -el compromiso de linaje, la selección del repertorio de receptores NK y la maduración funcional- son críticamente dependientes de interleucina 15, que mantiene la viabilidad y sostiene la proliferación de las células en desarrollo.

En el lenguaje coloquial, se le llama tuétano; pero generalmente se refiere más a la médula ósea de los animales empleados en la gastronomía; por ejemplo, el corte de carne conocido como "chambarete", "caracú" u "osobuco" tiene una porción de tuétano o médula ósea, que es apreciada por aficionados y se consume después de ser cocinada. En otros casos, dependiendo del corte del hueso, después que el tuétano ha sido retirado, el hueso puede ser empleado en el escultismo, para hacer el nudo de la pañoleta.

Figura 75. Relación entre el tuétano y las células sanguíneas.

La médula ósea es un tipo de tejido biológico flexible que se encuentra en el interior de los huesos largos, vértebras, costillas, esternón, huesos del cráneo, cintura escapular y pelvis. Todas las células sanguíneas derivan de una célula madre hematopoyética pluripotencial ubicada en la médula ósea. En promedio, la médula ósea constituye el 4% del total de la masa corporal del ser humano; por ejemplo, en un adulto que pesa unos 65 kilos, su médula ósea pesa unos 2.6 kg. El componente hematopoyético de la médula ósea produce unos 500 000 millones de glóbulos rojos por día, que utilizan la vasculatura de la médula ósea como conducto de la circulación sistémica del cuerpo. La médula ósea también es un componente clave del sistema linfático, produciendo los linfocitos que forman parte del sistema inmune del cuerpo. No debe confundirse con la médula espinal localizada en la columna vertebral y encargada de la transmisión de los impulsos nerviosos hacia todo el cuerpo.

Hay dos tipos de médula ósea: (1) La médula ósea roja, que ocupa el tejido esponjoso de los huesos planos, como el esternón, las vértebras, la pelvis y las costillas; es la que tiene la función hematopoyética. (2) La médula ósea amarilla, que es tejido adiposo y se localiza en los canales medulares de los huesos largos. La médula ósea roja, a la que se refiere habitualmente el término médula ósea, es el lugar donde se produce la sangre (hematopoyesis), porque contiene las células madre que originan los tres tipos de células sanguíneas que son los leucocitos, hematíes y plaquetas.

La médula ósea puede trasplantarse, ya que puede extraerse de un hueso de donante vivo, generalmente del esternón o de la cadera, mediante una punción y aspiración y transfundirse al sistema circulatorio del receptor si existe compatibilidad del sistema HLA (compatibilidad de órganos entre donante y receptor). Las células madre transfundidas anidarán en la médula ósea de los huesos del receptor. Es lo que se llama trasplante de médula ósea. Los trasplantes de médula ósea están siendo muy útiles en la investigación y en las terapias de regeneración del sistema nervioso central, debido al tipo de células (pluripotenciales) que la componen; siendo de las líneas celulares más utilizadas en estos campos.

Hematopoyesis el nacimiento de la sangre

(Ciencias de Joseleg)(Biología)(Introducción y biología celular)(La sangre)(Introducción)(Historia)(El citosol y otros fluidos intracelulares)(Diferentes tipos de sangre)(Los colores de la sangre)(Las funciones de la sangre)(Plasma sanguíneo y sus componentes)(Propiedades de la sangre total y su análisis)(Sistema de grupos sanguíneos)(Glóbulos rojos o eritrocitos)(Glóbulos blancos o leucocitos)(Las plaquetas o trolbocitos)(Hematopoyesis)(Origen de otros componentes de la sangre)(Referencias bibliográficas)(Versión documento word)

 

 La hematopoyesis es un proceso general de formación de elementos que componen la sangre e incluye la eritropoyesis, la granulopoyesis y la trombopoyesis. Todos los elementos sanguíneos tienen un tiempo de vida útil, por lo que se van degradando paulatinamente. El objetivo de la hematopoyesis es el de mantener estables los niveles de los diferentes tipos celulares encontrados en la sangre periférica. Los glóbulos rojos por ejemplo tienen una vida útil de 120 días, las plaquetas por su parte tienen una garantía de 10 días, los leucocitos por otro lado tienen expectativas de vida variables, algunos pueden durar décadas o casi toda la vida como en el caso de los linfocitos B de memoria.  En el ser humano adulto los eritrocitos, granulocitos, monocitos y plaquetas se forman al interior del tuétano rojo. Los linfocitos se pueden formar tanto en el tuétano como en los nódulos linfáticos.

Figura 62. El modelo anterior representa los principales procesos relacionados con la hematopoyesis. Muestra las células sanguíneas desarrollarse a partir de las células madre hematopoyéticas en el tuétano hasta convertirse en células funcionales maduras, así como su distribución en la sangre y el tejido conectivo. En todos los linajes cada flecha de progresión oculta el hecho de que se da una proliferación mitótica, o lo que es lo mismo, se producen muchos individuos.

Durante la vida fetal tanto los eritrocitos como los leucocitos se forman en muchos órganos antes de la diferenciación del tuétano.  La primera etapa es conocida como etapa vitelina, la cual da inicio en la tercera semana de gestación, caracterizada por la formación de las islas de sangre en la pared del saco vitelino. La segunda etapa se denomina hepática, pues el hígado temprano funciona como órgano hematopoyético. La línea celular más producida en estas etapas es la eritroide, aunque se ha reportado el desarrollo limitado de la leucopoyesis en el hígado. El hígado es el principal órgano de formación sanguínea fetal durante el segundo trimestre de embarazo. El bazo “Spleen” es el órgano gemelo del hígado, por lo que ambos comparten en esta etapa temprana la capacidad hematopoyética, aunque en este caso es mucho más limitada.

La tercera etapa o definitiva es la etapa del tuétano rojo, iniciando en el segundo trimestre de embarazo. Después del nacimiento el hígado deja de producir eritrocitos, por lo que el tuétano se convierte en el único sitio para la formación de la sangre humana.

Figura 63. El modelo anterior muestra el desarrollo de las etapas hematopoyéticas por meses. La etapa vitelina llega hasta el tercer mes de embarazo. La etapa heática inicia en el primer mes y continua hasta el nacimiento, en medio de esta el bazo produce eritrocitos entre el tercer y el sexto mes. La etapa definitiva o del tuétano rojo da inicio en el cuarto mes de embarazo y continua por el resto de la vida del individuo.

De acuerdo a la teoría monofilética del nacimiento de la sangre, todos los elementos celulares de la sangre, incluyendo las plaquetas se derivan filogenéticamente de un solo ancestro común, una célula madre pluripotencial que se encuentra en el tuétano y en los tejidos de los órganos hematopoyéticos embrionarios. Por muchos años se acumuló evidencia circunstancias de que las células de la sangre derivaban de un único progenitor directo, pero no fue aceptada como teoría científica hasta que se logró aislar la célula madre hematopoyética o HSC por sus siglas en ingles. La célula madre hematopoyética se clasifica como célula madre pluripotente dado que solo es capaz de diferenciarse en algunos tipos de células de un mismo tipo de tejido o de tejidos muy semejantes entre sí, aunque también es capaz de la auto-regeneración.

Estudios recientes ha dado evidencia de las HSC son multipotentes, es decir, que poseen potencialmente la capacidad de generar otros tejidos no relacionados con la sangre, contribuyendo a la regeneración celular de varios tipos de tejidos y órganos. Durante el desarrollo embrionario las HSC se encuentran distribuidas por el torrente sanguíneo, y experimentan una diferenciación tisular en diferentes órganos.

Las HSC humanas han sido aisladas en el cordón umbilical, el hígado fetal, así como en el tuétano rojo fetal y del adulto. En el adulto poseen el potencial de reparar tejidos bajo condiciones patológicas como las isquemias y el fallo de un órgano. Las HSC poseen receptores de membrana específicos como los CD34 y CD90 que permite identificarlas y aislarlas de otras células hematopoyéticas.

La HSC hacen dos cosas, la primera se regeneran a sí mismas, y la segunda, generan múltiples colonias de células madre progenitoras pluripotenciales más limitadas. Dos son las colonias más importantes: la línea mieloide común o CMP por sus siglas en inglés y la línea común linfoide o CLP por sus siglas en inglés. ¿Qué significa esto? Básicamente que hay dos linajes, el primero es el de los linfocitos verdaderos, mientras que el otro linaje son todas las demás células. Hay que destacar que los progenitores son todos semejantes morfológicamente, por lo que no vale la pena moscrar sus microfotografías, estos se distinguen por marcadores inmunológicos de membrana de tipo CD.

El progenitor linfoide común o CLP es capaz de diferenciarse en los linfocitos más comunes que llamamos B y T, pero también genera un tercer tipo de linfocito menos famoso denominada célula asesina natural o NK por sus siglas en inglés.

Este se divide a su vez en dos linajes.

El primer grupo es el leucocitario que da lugar a la mayoría de leucocitos que vismoa anteriormente como los basófilos, eosinófilos, neutrófilos y monocitos, pero también da lugar a otras células involucvradas en el sistema inmune menos famosas llamadas mastocitos.

El segundo sublinaje es el que da lugar a los elementos comunes de la sangre, los eritrocitos y las plaquetas.

Ya hemos mencionado las propiedades de cada uno de los productos maduros, excepto de los mastocitos, que por alguna razón son omitidos en algunos textos de fisiología médica, aunque prometo trabajarlos cuando veamos en sistema inmune en pleno. El enfoque de las siguientes secciones es lo que sucede entre los progenitores hasta las versiones casi maduras de cada uno de los elementos celulares de la sangre. De este modo analizaremos la línea linfoide, la línea granuloide y la línea eritroide.

Figura 64. Las células progenitoras.

Es el progenitor de los eritrocitos y de las plaquetas. Los eritrocitos de desarrollan a partir de células CMP que, bajo la influencia de la eritropoyetina, se diferencian en células MEP. Para la diferenciación terminal de las células MEP en el linaje eritroide definitivo es necesaria la expresión del factor de transcripción GATA-1. Bajo la acción de este factor las células MEP se transforman en progenitores sensibles de a la eritropoyetina predestinadosa convertirse en eritrocitos que dan origen al proeritroblasto.

Figura 65. El linaje eritroide.

Hay dos precursores indistinguibles al microscopio, el eritroide que da lugar a los glóbulos rojos y el megacarioide que da lugar a las plaquetas.

Primer precursor distinguible de los megacariocitos. Son células redondeadas u ovales de un diámetro aproximado de entre 15 y 25 micras. Frecuentemente son binucleadas, poseyendo el núcleo varias invaginaciones y varios nucleolos. Las masas de cromatina son más densas que las del mieloblasto. Tiene citoplasma basófido agranular con pequeñas mitocondrias, un aparato de Golgi relativamente bien desarrollado, algunas cisternas de retículo rugoso y moderado número de ribosomas libres. El megacarioblasto se diferencia durante la trombopoyesis hacia promegacariocito.

Figura 66. Megacarioblasto.

Son unas células muy grandes y conspicuas que forman parte del tejido hematopoyético de la médula ósea y de otros tejidos hematopoyéticos. Se trata de una célula muy grande (mide unos 30 μm de diámetro), poliploide y polinucleada, con numerosas ramificaciones. La participación del megacariocito en la hematopoyesis (formación de los elementos formes de la sangre) se limita a la producción de las plaquetas o trombocitos. Para formar las plaquetas, los megacariocitos liberan fragmentos de su citoplasma directamente a un vaso sinusoide (vaso poroso), pasando así a la circulación sanguínea. El proceso madurativo desde la célula madre hasta megacariocito, posteriormente a trombocitos se denomina trombopoyesis.

Figura 67. Megacariocito.

En condiciones normales se encuentra en la médula ósea de 1 a 4%. Es una célula ovoide, su núcleo es el doble de un hematíe normal con un diámetro de 14-19 μm. Esta célula capta el hierro circulante en el plasma y lo almacena para su uso posterior. Da origen por divisiones mitóticas al eritroblasto basófilo. Núcleo: Grande, redondo, de color púrpura claro con cromatina laxa uniforme dispuesta en forma filamentosa, puede tener de 2 a 3 nucleolos rodeados de cromatina intensa y la relación nucleo – citoplasma se encuentra aumentada. Citoplasma: Escaso, basófilo por la gran cantidad de ácidos nucleicos presentes y que son útiles para la producción de proteínas que se emplearán en la síntesis de hemoglobina.

Figura 68. Proeritroblasto.

Los eritroblastos son células eritropoyéticas. El proceso de producción de eritrocitos o glóbulos rojos pasa por varios estados eritroblásticos. En la línea de eritropoyesis, el primer eritroblasto presente en humanos (que proviene del proeritroblasto) se denomina eritroblasto basófilo. Este eritroblasto es pequeño, de unas 12 micras, y posee un citoplasma basófilo debido a la presencia de abundantes ribosomas encargados de sintetizar la hemoglobina (la proteína que transporta el oxígeno). El eritroblasto basófilo capta ferritina de la sangre por pinocitosis para aumentar su contenido en hierro.

Figura 69. Eritroblastos.

Del eritroblasto basófilo se diferencia el eritroblasto policromatófilo cuando su contenido de hemoglobina pasa a ser muy alto. Esto sucede porque esta proteína es ácidófila y enmascara la afinidad por tintes básicos de los ribosomas. Su cromatina está más condensada que en estados anteriores.

El siguiente estado en la transformación es el eritroblasto ortocromático, eritroblasto ortocromatófilo o normoblasto. Puesto que los eritrocitos son acidófilos por definición, el prefijo de estos eritroblastos incide en que ya poseen esta característica acidofilia. Esta modificación se debe a una menor presencia de ribosomas, porque ya no se requiere una síntesis de hemoglobina activa. El normoblasto sufre la pérdida del núcleo (que es fagocitado por macrófagos) dando lugar al reticulocito o eritrocito inmaduro. Tras unos días de maduración en la médula ósea finalmente la abandona entrando en el torrente sanguíneo y pasando a ser un eritrocito maduro. En vertebrados no mamíferos la pérdida del núcleo no siempre sucede, manteniéndose por tanto eritrocitos nucleados en el torrente sanguíneo.

Son glóbulos rojos que no han alcanzado su total madurez. Se encuentran en niveles elevados en el plasma sanguíneo por causa de algunas anemias, cuando el organismo incrementa la producción de glóbulos rojos y los envía al torrente sanguíneo antes de que sean maduros.1 Los reticulocitos se caracterizan por presentar una red de filamentos y gránulos que hacen que se tiñen en el frotis de sangre, distinguiéndose así de los glóbulos rojos maduros. Normalmente representan el 0,5-1,5% del conteo de glóbulos rojos, pero pueden exceder el 4% cuando compensan la anemia.

Los reticulocitos son células anucleadas predecesoras de los eritrocitos con la diferencia de que poseen gránulos de ribosomas y algunas mitocondrias que les son útiles para sintetizar el 35 % de la hemoglobina restante. Este tipo de células está en la circulación periférica aproximadamente un día para convertirse posteriormente en un hematíe maduro que cumplirá con todas las funciones biológicas de estas células. A diferencia de los hematíes o glóbulos rojos maduros, los reticulocitos aún poseen ARN. El reticulocito es la célula roja que antecede en maduración al eritrocito, es el resultado de la pérdida del núcleo que sufre el eritroblasto ortocromático. Su tamaño varía de 10 - 15 micras de diámetro.

Figura 70. Reticulocito.

El reticulocito tiene una vida media de dos días en médula ósea, de allí sale a la circulación donde requiere un día para convertirse en célula roja madura. Durante este período sintetiza el 20% de la hemoglobina contenida en la célula roja. Se han propuesto varios mecanismos mediante los cuales el reticulocito finaliza su maduración: autofagia y eyección de orgánulos no necesarias, acción "pitting" del bazo y degradación bioquímica por medio de la 5 pirimidín nucleotidasa.

La eritropoyesis (del griego 'eritro', que significa "rojo", y "poiesis", que significa "hacer") es el proceso de producción de glóbulos rojos (eritrocitos). Se estimula mediante la disminución de O2 en la circulación, detectada por los riñones, que entonces secretan la hormona eritropoyetina. Esta hormona estimula la proliferación y diferenciación de los precursores de los glóbulos rojos, lo que activa el aumento de la eritropoyesis en los tejidos hematopoyéticos y, en última instancia, en la producción de glóbulos rojos. Por lo general, en las aves y los mamíferos (seres humanos incluidos) recién nacidos, esta se produce dentro de la médula ósea roja. En los fetos en desarrollo inicial, la eritropoyesis tiene lugar en las células mesodermales del saco vitelino. Al tercer o cuarto mes, la eritropoyesis se traslada al hígado. Transcurridos siete meses, la eritropoyesis tiene lugar en la médula ósea. El aumento de la actividad física puede producir un aumento de la eritropoyesis.  Sin embargo, en humanos con ciertas enfermedades y en algunos animales, la eritropoyesis también puede tener lugar fuera de la médula ósea, en el bazo o en el hígado. Esta recibe el nombre de eritropoyesis extramedular.  La médula ósea de prácticamente todos los huesos produce glóbulos rojos hasta que una persona alcanza aproximadamente los cinco años de edad. La tibia y el fémur dejan de ser centros de hematopoyesis alrededor de los 25 años de edad; las vértebras, el esternón, la pelvis, las costillas y los huesos del cráneo siguen produciendo glóbulos rojos durante el resto de la vida.

Figura 71. Eritropoyesis.

En el proceso de maduración del corpúsculo rojo, una célula sufre una serie de diferenciaciones. Las siguientes etapas de desarrollo se producen dentro de la médula ósea: (1) un hemocitoblasto, una célula madre hematopoyética multipotente, se convierte en (2) un progenitor mieloide común o en una célula madre multipotente, y luego (3) en una célula madre unipotente, después (4) en un pronormoblasto, también comúnmente llamado proeritroblasto o rubriblasto, después, (5) este se convierte en un normoblasmo basófilo o temprano, también comúnmente llamado eritroblasto, después, (6) en un normoblasto policromófilo o intermedio, luego (7) en un normoblasto ortocromático o tardío. En esta etapa, el núcleo es expulsado antes de que la célula se convierta en un reticulocito. La célula se libera de la médula ósea después de la séptima etapa y, por lo tanto, en los glóbulos rojos de reciente circulación hay aproximadamente un 1 % de reticulocitos. Tras uno o dos días, estos últimos se convierten en "eritrocitos" o glóbulos rojos maduros.

Estas etapas se corresponden con aspectos específicos de la célula cuando se tiñen con la tinción de Wright y se examinan mediante microscopía óptica, y también se corresponden con otros cambios bioquímicos.  En el proceso de maduración, un pronormoblasto basofílico se convierte de una célula con un núcleo grande y un volumen de 900 fL a un disco enucleado con un volumen de 95 fL. En la etapa de reticulocitos, la célula ha extrudido su núcleo, pero todavía es capaz de producir hemoglobina.  Esenciales para la maduración de los glóbulos rojos son la vitamina B12 (cobalamina) y la vitamina B9 (ácido fólico). La carencia de cualquiera de las dos hace que la maduración fracase en el proceso de eritropoyesis, que se manifiesta clínicamente como reticulocitopenia, una cantidad anormalmente baja de reticulocitos.

A medida que maduran, cambian algunas características de los eritrocitos: El tamaño de la célula se reduce y la matriz citoplásmica aumenta en cantidad y la reacción de tinción del citoplasma cambia de azul a rojo rosado debido a la disminución de la cantidad de ARN y ADN. Inicialmente, el núcleo es de gran tamaño y contiene cromatina abierta. Pero a medida que los glóbulos rojos maduran el tamaño del núcleo disminuye y finalmente desaparecen con la condensación del material de la cromatina

En cada una de las etapas de desarrollo de la eritropoyesis desde el proeritroblasto al eritroblasto al normoblasto al reticulocito implica muchas divisiones mitóticas. Toma alrededor de una semana para que los reticulocitos inmaduros inicien su migración al torrente sanguíneo. Prácticamente todos los eritrocitosmaduran justo en los espacios intersticiales de la matriz extracelular de la médula ósea y llegan al torrente sanguíneo maduros. La médula ósea no es capaz de almacenar eritrocitos.

La eritropoyesis es un proceso regulado por la hormona eritropoyetina, una glicoproteína con función hormonal, y segregada por el riñón en respuesta a la detección de cantidades bajas de oxígeno en la sangre circulante. La eritropoyetina como toda hormona se acopla a receptores específicos de los precursores estimulando su proliferación y diferenciación. Cuando los eritrocitos llegan al torrente sanguíneo elevan la cantidad de oxígeno circulante, y al eritropoyetina deja de segregarse. De allí en adelante la cohorte de eritrocitos funcionará por 120 días, hasta que pierden elasticidad en sus membranas para pasar por los capilares del bazo, momento en el cual los macrófagos los devoran. Los macrófagos lisan los eritrocitos, y procesas su contenido que es casi que exclusivamente hemoglobina. Las globinas se separan del grupo heme, siendo reprocesadas para hacer parte de las reservas de aminoácidos en espera de una síntesis de más proteínas, mientras que el grupo heme es liberado de su hierro para formar hemosiderina o ferritina, y es almacenada para sintetizar nueva hemoglobina. Parte del entramado del grupo heme no puede reciclarse, y es convertido en bilirrubina, la cual se enlaza a la albumina y es liberada al torrente sanguíneo donde el hígado la captura y la excreta por medio de la bilis.

Las cohortes de producción y destrucción son procesos continuos, generándose un estado cíclico homeostático de retroalimentación en el que interviene la eritropoyetina que ayuda a regular el proceso de eritropoyesis de modo que, en fases que no pertenecen a una enfermedad, la producción de glóbulos rojos se equipara a la destrucción de glóbulos rojos y el número de glóbulos rojos es suficiente para mantener los niveles de oxígeno necesarios en los tejidos pero no tan altos como para causar lodo, trombosis o accidente cerebrovascular. La eritropoyetina se produce en el riñón y el hígado en respuesta a bajos niveles de oxígeno. Además, la eritropoyetina está unida por los glóbulos rojos en circulación: a un número bajo de eritrocitos en circulación se corresponde un nivel relativamente alto de eritropoyetina liberada, que estimula su producción en la médula ósea.

Algunos estudios recientes también han demostrado que la hormona peptídica hepcidina puede desempeñar un papel importante en la regulación de la producción de hemoglobina y, por lo tanto, influir en la eritropoyesis. El hígado produce hepcidina. La hepcidina controla la absorción de hierro en el tracto gastrointestinal y la liberación de hierro del tejido reticuloendotelial. El hierro debe ser liberado de los macrófagos en la médula ósea para ser incorporado en el grupo hemo de la hemoglobina en los eritrocitos. Hay unidades que forman colonias y que las células siguen durante su formación. Estas células se denominan células comprometidas incluyendo las unidades formadoras de colonias de monocitos formadas por granulocitos.

La secreción de hepcidina es inhibida por otra hormona, eritroferrona, producida por eritroblastos en respuesta a eritropoyetina, e identificada en 2014. Parece que esta vincula la eritropoyesis impulsada por la eritropoyetina con la movilización de hierro necesaria para la síntesis de la hemoglobina.  La pérdida de función del receptor de la eritropoyetina o JAK2 en las células de los ratones causa falla en la eritropoyesis, por lo que la producción de glóbulos rojos en los embriones y el crecimiento se interrumpen. Si no existiese una inhibición de la retroalimentación, como por ejemplo, la realizada por los supresores de proteínas de señalización (citoquinas) en el sistema, se produciría gigantismo en los ratones.

versión YouTube, tejidos animales 2, los tejidos conectivos

 🦠En este video tutorial de biología de tejidos, veremos un resumen de los tejidos conectivos, sus funciones y su relación con su matriz ex...